دوره 34، شماره 6 - ( 6-1402 )
جلد 34 شماره 6 صفحات 307-299 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Ethics code: IR.UMA.REC. 1400.074
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Nabilpour M, eSifi-Skishahr F, PourRahim A. THE EFFECT OF HIGH-INTENSITY INTERVAL TRAINING WITH SODIUM CITRATE ON THE EXPRESSION OF PGC-1Α AND NRF2 IN SOLEUS MUSCLE OF RATS. Studies in Medical Sciences 2023; 34 (6) :299-307
URL: http://umj.umsu.ac.ir/article-1-5964-fa.html
URL: http://umj.umsu.ac.ir/article-1-5964-fa.html
نبیل پور مقصود، سیفی فرناز، پور رحیم آمنه. تأثیر تمرینات تناوبی با شدت بالا به همراه سیترات سدیم بر بیان PGC-1α و Nrf2 در عضله نعلی رت‌ها. مجله مطالعات علوم پزشکی. 1402; 34 (6) :299-307
دانشیار گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده علوم تربیتی و روانشناسی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران (نویسنده مسئول) ، f.seify@yahoo.com
متن کامل [PDF 729 kb]
(1488 دریافت)
| چکیده (HTML) (1840 مشاهده)
مواد و روش کار
یافته‌ها
.PNG)
متن کامل: (998 مشاهده)
مقدمه
تمرینات تناوبی با شدت بالا[1] نقش قابل قبولی در فرایند سازگاری‌های سلولی (1) ازجمله افزایش ظرفیت هوازی و محتوای میتوکندریایی (2) در عضله اسکلتی دارد که این سازگاری‌ها نتیجه اثرات تجمعی پاسخ‌های رونویسی است (3). همچنین این تمرینات می‌تواند بر سلامت و تندرستی تأثیرات قابل‌توجهی را بر جای بگذارد(4). از طرفی پروتئین گیرنده فعال‌کننده تکثیرپروکسیزوم گاما هم‌فعال‌ساز آلفا [2] (1α-PGC) به‌عنوان عامل فعال‌کننده مستقیماً به DNA متصل نمی‌شود بلکه از طریق برهمکنش با طیف وسیعی از عوامل رونویسی که در متابولیسم انرژی سلولی دخیل هستند جذب می‌شود. با تنظیم فعالیت‌های این عوامل رونویسی، PGC-1α به‌عنوان یک سوئیچ مولکولی برای چندین فرآیند سلولی، ازجمله بیوژنز و تنفس میتوکندری، انتقال گلوکونئوژنز و انتقال گلوکز، گلیکوژنولیز، اکسیداسیون اسیدهای چرب، بازسازی پراکسیزومال، تغییر نوع تار عضلانی و فسفوریلاسیون اکسیداتیو عمل می‌کند(5). تیلور[3] و همکاران نشان دادند دو ساعت پس از فعالیت ورزشی بیان ژن PGC-1α در عضله اسکلتی افزایش‌یافته و تا 6 ساعت در اوج می‌ماند و همچنین پس از 54 روز تمرین تداومی استقامتی، بیان آن به سازگاری می‌رسد (6). در همین رابطه موتنسن[4] و همکاران نشان دادند PGC1-α منجر به تغییرات و افزایش بیان ناقل‌های گلوکز type 4, GLUT4 می‌شود که در عضله میزان مصرف گلوکز و تولید انرژی بیشتر را در پی خواهد داشت (7). ارتباط بین کاهش سطح PGC-1α با افزایش سطح انسولین ناشتا و نیز افزایش نمایه توده بدنی در افراد مستعد به دیابت مشاهده شده است. بنابراین به نظر می‌رسد PGC-1α نقش مهمی در علت مقاومت به انسولین در عضلات اسکلتی انسان دارد. همچنین بیان این پروتئین به شدت تحت تأثیر فعالیت ورزشی بوده و با بی‌تحرکی کاهش می‌یابد(8). برخی محققین نشان داده‌اند کهPGC-1α mRA و ژن‌های مرتبط با آن با حداکثر اکسیژن مصرفی (V̇o2max) ارتباط مستقیمی دارد و در این مورد کاهش PGC-1α mRA ناشی از عدم تحرک (شبیه به حالت دیابت) در عضلات این افراد دیده می‌شود(9). از طرفی فعالیت بدنی به‌واسطه عواملی همچون نیتریک اکسید (NO) ژن P38 AMPK، کلسیم کالمودولین وابسته به کیناز (CaMK) و AMPK، PGC-1α را در عضله اسکلتی فعال می‌کند و در ادامه PGC-1α از طریق افزایش مقادیر بیان عامل تنفس هسته‌ای 1 و 2 (NRFs) و گیرنده استروژن آلفا (ERR-α)، موجب افزایش بیان آنزیم‌های میتوکندریایی مثل سیکلواکسیژناز 8 (COX3) و افزایش فعالیت آنزیم‌های اکسایش کربوهیدرات و چربی می‌شود(10). مطالعات قبلی نشان داده بودند که Nrf2 با کنترل در دسترس بودن سوبسترا و کارایی اکسیداسیون اسیدهای چرب میتوکندری بر انرژی‌های زیستی سلولی تأثیر می‌گذارد(11). همچنین Nrf2 به‌عنوان تنظیم‌کننده اصلی پاسخ حفاظت سلولی آنتی‌اکسیدانی شناخته می‌شود زیرا پس از فعال شدن، مجموعه‌ای از واکنش‌ها را هماهنگ می‌کند که به‌واسطه سیستم عامل ایجاد شده توسط ROS انجام می‌شود(12, 13). این در حالی است که در شرایط خاص، مانند فعالیت شدید (بالاتر از90 درصد Vo2Max) و / یا مدت‌زمان کوتاه (کمتر از 420 ثانیه) ممکن است تا حدی توسط اسیدوز خون (کاهش pH خون و غلظت بی‌کربنات خون [HCO3−]) به سرعت بیش‌ازحد زیاد شوند(14). دراین‌بین چندین استراتژی تغذیه‌ای، با تأکید ویژه بر موارد مورد تأیید WADA (آژانس جهانی مبارزه با دوپینگ)، در طول چند دهه برای پیشگیری از اسیدوز مورد مطالعه قرار گرفته است تا شروع خستگی عضلانی را که عامل اصلی محدود کننده بر عملکرد ورزشی است، به تأخیر بیندازد(15). علیرغم علل چند عاملی خستگی عضلات، تجمع یون‌های هیدروژن (+H) در داخل سلول عضلانی به‌عنوان عامل اصلی خستگی در حین تمرینات با شدت بالا و کوتاه‌مدت برجسته شده است. بنابراین، راهکارهای تغذیه‌ای باهدف افزایش ظرفیت بافر درون‌سلولی و خارج سلولی، به ترتیب مکمل بتا آلانین و بی‌کربنات سدیم، به‌منظور کاهش خستگی عضلانی در طول این نوع ورزش، مورد بررسی و به‌طور گسترده‌ای مورداستفاده قرار گرفته است(16). سیترات سدیم یکی دیگر از استراتژی‌های تغذیه‌ای است که در این زمینه کمتر مورد مطالعه قرار گرفته است. پتانسیل ارگوژنیکی آن 30 سال پیش آغاز شد(17). در همین رابطه آروین (2019) اعلام کرد مکمل سیترات سدیم همانند بی‌کربنات اثربخشی مؤثر با کمترین مشکلات گوارشی را دارد(18). پژوهش‌های موجود از این ادعاها پشتیبانی می‌کنند، زیرا اوج غلظتHCO3- برای بی‌کربنات سدیم خیلی زودتر رخ داده است، درحالی‌که غلظت HCO3- تنها در 170 دقیقه با سیترات سدیم به اوج خود رسید. لذا هدف از تحقیق حاضر تأثیر تمرینات تناوبی با شدت بالا به همراه سیترات سدیم بر بیان PGC-1α و Nrf2 در عضله نعلی رت‌ها است.
مواد و روش کار
بر اساس توصیه کمیته اخلاق (IR.UMA.REC.1400.074) بیست‌وچهار سر رت 3 ماهه و با وزن 240-225 گرم از نژاد ویستار انتخاب شدند و به‌صورت برابر در سه گروه کنترل، تمرین و تمرین+ سیترات سدیم قرار گرفتند. رت‌ها در آزمایشگاه حیوان‌های آزمایشگاهی با میانگین دمای 21_23 درجه سانتی‌گراد و رطوبت نسبی 45 تا 55 درصد، چرخه روشنایی_تاریکی (4 بعدازظهر تا 4 صبح با 12 ساعت روشنایی و 12 ساعت تاریکی)، با دسترسی آزاد به آب و غذا نگه‌داری شدند.
دو هفته پیش از اجرای پروتکل تمرینی، رت‌ها جهت آشنایی و خوگیری با تردمیل تحت آموزش قرار گرفتند. شیب تردمیل (مدل 1050 کلمبوس اینسترومنتز، ایالات‌متحده آمریکا) در اولین جلسه خوگیری صفر درجه و سرعت آن 15 متر/دقیقه بود. در جلسات بعدی آشناسازی، شیب تردمیل هر دو روز یک‌بار به اندازه 5 درجه افزایش یافت. همین‌طور هر روز سرعت به میزان 2 متر/دقیقه و مدت تمرین به اندازه 2 دقیقه افزایش داده شد (19). یک هفته بعد از جلسات آشنایی و خوگیری با تردمیل میزان سرعت دویدن بیشینه در رت‌ها اندازه‌گیری شد. رت‌های گروه تمرین به مدت 8 هفته و 5 روز در هفته تمرینات تناوبی را به ترتیب با دامنه شدت 50 و 90 درصد حداکثر ضربان قلب بیشینه با استفاده از پالس اکسیمتر دام به مدت 3 دقیقه و در 6 دور اجرا کردند. رت‌های گروه تمرین همراه با مکمل نیز همان پروتکل تمرینی مشابه را انجام دادند با این تفاوت که این گروه در هر جلسه، سه ساعت پیش از تمرین، مقدار 15 میلی‌مول/ لیتر از مکمل سیترات سدیم را به شکل محلول در آب دریافت کردند.
دو هفته پیش از اجرای پروتکل تمرینی، رت‌ها جهت آشنایی و خوگیری با تردمیل تحت آموزش قرار گرفتند. شیب تردمیل (مدل 1050 کلمبوس اینسترومنتز، ایالات‌متحده آمریکا) در اولین جلسه خوگیری صفر درجه و سرعت آن 15 متر/دقیقه بود. در جلسات بعدی آشناسازی، شیب تردمیل هر دو روز یک‌بار به اندازه 5 درجه افزایش یافت. همین‌طور هر روز سرعت به میزان 2 متر/دقیقه و مدت تمرین به اندازه 2 دقیقه افزایش داده شد (19). یک هفته بعد از جلسات آشنایی و خوگیری با تردمیل میزان سرعت دویدن بیشینه در رت‌ها اندازه‌گیری شد. رت‌های گروه تمرین به مدت 8 هفته و 5 روز در هفته تمرینات تناوبی را به ترتیب با دامنه شدت 50 و 90 درصد حداکثر ضربان قلب بیشینه با استفاده از پالس اکسیمتر دام به مدت 3 دقیقه و در 6 دور اجرا کردند. رت‌های گروه تمرین همراه با مکمل نیز همان پروتکل تمرینی مشابه را انجام دادند با این تفاوت که این گروه در هر جلسه، سه ساعت پیش از تمرین، مقدار 15 میلی‌مول/ لیتر از مکمل سیترات سدیم را به شکل محلول در آب دریافت کردند.
آماده‌سازی و نمونه‌برداری:
نمونه‌برداری از بافت عضله نعلی انجام گرفت. استخراج پروتئین عضله نعلی با استفاده کیت سانتا کروز بیوتکنولوژی، شرکت، سانتا کروز، کالیفرنیا، ایالات‌متحده آمریکا با آزمون (RIPA) radio immunoprecipitation assay با غلظت 0/05 میلی مولار بافر تریس (PH=8)، 150 میلی مولار کلرید سدیم، 0/01 درصد EG-TA، 1 درصد SDS به علاوه 0/1 درصد آنتی‌پروتئاز کوکتیل (ROCHE) انجام شد(20). بدین منظور 100 میلی‌گرم از بافت در 500 میکرولیتر محلول بافر آنتی‌پروتئاز با هموژنایزر دستی هموژن شد و به مدت 30 دقیقه در 4 درجه سانتی‌گراد قرار داده شد. سپس در سانتریفیوژ یخچال‌دار (bo, sw14rfroil) با 12000 دور/دقیقه به مدت 10 دقیقه در دمای 4 درجه سانتی‌گراد سانتریفیوژ شد. مایع رویی جمع‌آوری شده و غلظت پروتئین آن توسط کیت سانتا کروز ساخت کشور آمریکا و دستگاه میکروپلیت (Bio-Rad با طول موج 595) تعیین گردید(21). در انتها در دمای 20 درجه سانتی‌گراد زیر صفر نگه‌داری شد. هموژن به دست آمده با نسبت 1:1 با نمونه بافر لودینگ (50 میلی مولار تریس کلرید هیدروژن، 2 درصد سدیم دودسیل سولفات، 0/005 درصد بروموفنل آبی، 1 درصد گلیسرول، 5 درصد مرکاپتواتانول بتا) مخلوط گردید. در ادامه نمونه‌ها به مدت 5 دقیقه جوشانده شدند تا پروتئین کاملاً دناتوره شود. پروتئین‌ها با استفاده از الکتروفورز ژل SDSpolyacrylamide جدا شده و به غشای نیترو سلولزی انتقال داده شدند. غشا به مدت یک ساعت در 0/1 درصد (Tween 2 TBST) و 5 درصد BSA در Tris-Buffered Saline مسدود شد؛ سپس در درون آنتی‌بادی اولیه با نسبت 1:500 انکوبه شد. انکوباسیون آنتی‌بادی ثانویه روز بعد به مدت یک ساعت در دمای محیط با نسبت 1:200 در 4 درصد TBST انجام شد. پروتئین با یک واکنش شیمیایی لومینسانس (ECL) و با آنالیز دنسیتومتری نرم‌افزار Image J اندازه‌گیری شد. . آنتی‌بادی‌های اولیه و ثانویه PGC-1α (SANTA CRUZ sc-47778)، Nrf2 (SANTA CRUZ, sc-365949) وbeta actin (SANTA CRUZ ab-54481) به کار گرفته شدند. برای اطمینان از طبیعی بودن توزیع داده‌ها، آزمون شاپیروویلک مورد استفاده قرار گرفت. نتایج حاصل از پژوهش به‌صورت میانگین ± انحراف استاندارد بیان شد. برای بررسی اختلاف معناداری در 3 گروه از آزمون آماری پارامتریک آنالیز واریانس یک‌طرفه در سطح P<0.05 و آزمون تعقیبی توکی استفاده شد. تجزیه تحلیل داده‌ها به کمک نرم‌افزار SPSS نسخه 27 شیکاگو صورت گرفت. همچنین از نرم‌افزار گراف پد پریزم 9 برای ترسیم نمودارها استفاده شد.
یافته‌ها
نتایج مربوط به آزمون آنالیز واریانس یک‌طرفه نشان داد بین سه گروه کنترل، تمرین و گروه تمرین+مکمل در بیان PGC-1α و Nrf2 به ترتیب F=236.41 و F=137.10 اختلاف معناداری وجود دارد (001/0p=). همین‌طور نتایج آزمون تعقیبی توکی نشان داد که اختلاف میانگین PGC-1α در دو گروه تمرین و تمرین+مکمل نسبت به گروه کنترل معنادار بوده است (0/0001p=). مقایسه نتایج آزمون تعقیبی توکی برای Nrf2 در بین سه گروه نشان داد در مقایسه با گروه کنترل هر دو گروه تمرین و تمرین+مکمل دارای اختلاف معناداری بودند (001/ 0p=).. همچنین نتایج آزمون تعقیبی توکی نشان داد که اختلاف میانگین PGC-1α در دو گروه تمرین و تمرین+مکمل نسبت به گروه کنترل معنادار بوده است (0/0001p=).
جدول (1): نتایج آزمون تعقیبی توکی برای PGC-1α و Nrf2
| PGC-1α | گروه | مقایسه‌ها | اندازه اثر (CI 95%) | P value |
| کنترل | تمرین | 0/24 (1/47- تا 2/38) | 0/001 | |
| تمرین + مکمل | 1/02 (0/20 تا 0/31) | 0/001 | ||
| تمرین + مکمل | تمرین | 0/78(0/20 تا 0/31) | 0/001 | |
| Nrf2 | کنترل | تمرین | 0/41(1/47- تا 2/38) | 0/001 |
| تمرین + مکمل | 1/21(0/20- تا 0/31) | 0/001 | ||
| تمرین + مکمل | تمرین | 0/80(0/20- تا 0/31) | 0/001 |
شکل (1): نسبت تغییرات بیان PGC-1α در سه گروه شکل (2): نسبت تغییرات بیان Nrf2 در سه گروه
بحث و نتیجه‌گیری
هدف از مطالعه حاضر بررسی تأثیر تمرینات تناوبی با شدت بالا به همراه سیترات سدیم بر بیان PGC-1α و Nrf2 در عضله نعلی رت‌ها بود. نتایج پژوهش نشان داد تمرینات با شدت بالا بیان PGC-1α و NRF2 را افزایش می‌دهند. در این رابطه علوی و همکاران نشان دادند 8 هفته تمرین HIIT بر روی تردمیل به‌طور معناداری باعث افزایش بیان PGC-1α در رت‌ها می‌شود(20). آن‌ها نشان دادند که تمرینات با شدت بالا می‌تواند در سطح مولکولی سبب تحریک مسیرهای سیگنالینگ در عضله اسکلتی و فعال‌سازی PGC-1α شود. انجام تمرینات با شدت بالا سبب افزایش رهاییCa+2 می‌گردد (2). Ca+2 از طریق مکانیسم‌های مختلفی مثل افزایش مصرف اکسیژن و یا تولید نیتریک اکساید سبب تولید ROS می‌گردد که همراه با افزایشCa+2 سطح ROS نیز افزایش می‌یابد. همچنین افزایش سطح Ca+2 سبب افزایش سنتز ATP می‌شود (23). از آنجا که فعالیت ورزشی با افزایش تقاضای انرژی همراه است با شدت یافتن ورزش و افزایش تقاضا، نسبت AMP و ADP به ATP افزایش می‌یابد (24). افزایشCa+2 ، ROS و AMP باعث می‌شود تا پروتئین‌های سیگنالینگ درون‌سلولی حساس به این مولکول‌ها ازجمله کلسیم کالمودولین وابسته به کیناز (CaMK)[5]، آدنوزین مونوفسفات کیناز (AMPK)[6]و پروتئین کیناز فعال‌شده توسط میتوژنP38 (P38 MAPK)[7] فعال‌سازی شوند (25). این کینازها منجر به تحریک بیان و تنظیم فاکتور رونویسی کلیدی اثرگذار در متابولیسم انرژی و بیوژنز میتوکندریایی PGC-1α می‌گردند (26). بدین ترتیب، PGC-1α فعال‌شده توسط تمرین تناوبی شدید با اتصال به فاکتورهای رونویسی، باعث فعال‌سازی و بیان ژن‌های میتوکندریایی هسته‌ای NRF1,2 و TFAM می‌گردد (27).
PGC1α می‌تواند با فعال کردن فاکتور تنفسی هسته‌ای-1 (NRF1) بیان MEF2A را افزایش دهد(28). همچنین نتایج مطالعه حاضر نشان داد تمرینات HIIT باعث افزایش معنادار در بیان PGC1α در رت‌های نر می‌شود. مطالعات نشان داده‌اند در تمرینات استقامتی با شدت متوسط تا بالا، سطوح PGC-1α به شدت افزایش می‌یابد و تأثیر آن بر بیان GLUT4 بیشتر تقویت می‌شود(29). از طرفی بیان بیش‌ازحد MEF2C برای رونویسی GLUT4 ضروری است اما کافی نیست(30) نشان می‌دهد که PGC-1α ممکن است بیان GLUT4 را از طریق یک مسیر سیگنال‌دهی مستقل از MEF2 واسطه کند. 2-فعال‌کننده AMPK (AICAR)، به‌تنهایی یا همراه با انسولین، سوبسترای Akt را با 160 کیلو دالتون (AS160) فسفوریلاسیون در عضلات اسکلتی افزایش می‌دهد(31). فسفوریلاسیون AS160 می‌تواند پروتئین‌های Rab را در وزیکول‌های GLUT4 فعال کرده و انتقال آن را به غشای پلاسمایی افزایش دهد. به نظر می‌رسد فعالیت‌های ورزشی کم شدت مانند 60 دقیقه دوچرخه‌سواری نتواند اثربخشی لازم در بیان PGC-1α را القا کنند بنابراین شدت‌های متوسط تا بالا می‌توانند گزینه‌های بهتری برای افزایش بیان PGC-1α باشند.
دیگر یافته‌های پژوهش حاضر نشان داد فعالیت ورزشی همراه با مکمل دهی سیترات سدیم توانست PGC-1α و NRF2 در بیان اثر هم‌افزایی ایجاد کند. پس از مصرف سیترات سدیم، تجمع بینابینی+K را که توسط عضله در طی ورزش شدید آزاد می‌شود، کاهش می‌دهد(32). تجمع +K به بروز خستگی کمک می‌کند(33) و تحریک‌پذیری عضلات را کاهش می‌دهد(34). پیشنهاد شده است که کاهش بینابینی [+K] در هنگام ورزش با عملکرد بهتر همراه است(35). هرچند PGC-1α و Nrf2 دارای یک رابطه نزدیک با مسیر مدولار همراه با عناصر پاسخ آنتی‌اکسیدانی هستند. اگرچه مسیر مولکولی مستقیم مشخص نشده است، اما حدس زده شده است که مسیر یکی از این دو فاکتور رونویسی می‌تواند تحت تأثیر دیگری قرار گیرد، احتمالاً هر دو به ROS وابسته هستند. علاوه بر این، Nrf2 آنزیم‌های مختلف میتوکندری را تنظیم می‌کند که با فعال شدن PGC-1 نیز مرتبط هستند(36). در واقع 1α- PGCاز طریق تنظیم فعالیت رونویسی، بیان ژن‌های 1-NRF و TFAM را القاء می‌کند که به‌طور هماهنگ، بیان پروتئین‌های کد کننده mtDNA و هسته را تنظیم می‌کنند(37). همچنین افزایش بیان PGC-1α می‌تواند متأثر از اختلالات متابولیکی حاصل از تمرینات HIIT باشد که بر مسیرهای سیگنالینگ اثر کرده و احتمالاً افزایش بیان و فعال‌سازی پروتئین‌های بالادستی تنظیم‌کننده PGC-1α و متعاقباً تحریک بیان PGC-1α را درپی داشته باشد. از طرفی مکمل‌یاری سیترات سدیم همراه با تمرینات HIIT در افزایش بیان PGC-1α اثر داشته است که شاید بتوان مکانیسم اثر سیترات سدیم در افزایش بیان PGC-1α را با مکانیسم اثر مکمل بی‌کربنات سدیم یکسان مفروض دانست که با تأثیر بر سطح PH و بی‌کربنات خون سبب افزایش بیان PGC-1α mRNA گردیده است (29). همین‌طور PGC-1α از طریق هم‌فعال‌سازی و تعامل با فاکتورهای رونویسی NRF1,2 واقع بر روی پروموتر TFAM سبب فعال‌سازی و بیان این فاکتور رونویسی می‌شود (38)؛ لذا مطالعات آینده می‌تواند با بررسی شدت‌های مختلف تمرینی و همچنین دوزهای مختلف از مکمل سیترات سدیم بپردازند. از طرفی مکمل سیترات به‌صورت محلول در آب به رت‌ها داده شد که ممکن است برخی رت‌ها بیشتر یا کمتر از بقیه رت‌ها سیترات سدیم مصرف کنند که توصیه می‌شود در مطالعات آتی از گاواژ برای مکمل‌یاری استفاده شود. درمجموع تمرینات HIIT توانست بیان 1α- PGCو Nrf2 را افزایش دهد و مکمل سیترات سدیم اثر هم‌افزایی ایجاد کرد. بنابراین توصیه می‌شود برای بهبود عملکرد بخصوص در وزش‌های با شدت بالا از مکمل سیترات سدیم استفاده شود.
تشکر و قدردانی
از آزمایشگاه سارای به خاطر دقت بالا در آزمایش‌های بخش بلاتینگ تشکر و قدردانی نمایند. همچنین از دانشگاه علوم اعصاب دانشگاه علوم پزشکی تبریز برای همکاری در این پژوهش قدردانی می‌کنیم.
هدف از مطالعه حاضر بررسی تأثیر تمرینات تناوبی با شدت بالا به همراه سیترات سدیم بر بیان PGC-1α و Nrf2 در عضله نعلی رت‌ها بود. نتایج پژوهش نشان داد تمرینات با شدت بالا بیان PGC-1α و NRF2 را افزایش می‌دهند. در این رابطه علوی و همکاران نشان دادند 8 هفته تمرین HIIT بر روی تردمیل به‌طور معناداری باعث افزایش بیان PGC-1α در رت‌ها می‌شود(20). آن‌ها نشان دادند که تمرینات با شدت بالا می‌تواند در سطح مولکولی سبب تحریک مسیرهای سیگنالینگ در عضله اسکلتی و فعال‌سازی PGC-1α شود. انجام تمرینات با شدت بالا سبب افزایش رهاییCa+2 می‌گردد (2). Ca+2 از طریق مکانیسم‌های مختلفی مثل افزایش مصرف اکسیژن و یا تولید نیتریک اکساید سبب تولید ROS می‌گردد که همراه با افزایشCa+2 سطح ROS نیز افزایش می‌یابد. همچنین افزایش سطح Ca+2 سبب افزایش سنتز ATP می‌شود (23). از آنجا که فعالیت ورزشی با افزایش تقاضای انرژی همراه است با شدت یافتن ورزش و افزایش تقاضا، نسبت AMP و ADP به ATP افزایش می‌یابد (24). افزایشCa+2 ، ROS و AMP باعث می‌شود تا پروتئین‌های سیگنالینگ درون‌سلولی حساس به این مولکول‌ها ازجمله کلسیم کالمودولین وابسته به کیناز (CaMK)[5]، آدنوزین مونوفسفات کیناز (AMPK)[6]و پروتئین کیناز فعال‌شده توسط میتوژنP38 (P38 MAPK)[7] فعال‌سازی شوند (25). این کینازها منجر به تحریک بیان و تنظیم فاکتور رونویسی کلیدی اثرگذار در متابولیسم انرژی و بیوژنز میتوکندریایی PGC-1α می‌گردند (26). بدین ترتیب، PGC-1α فعال‌شده توسط تمرین تناوبی شدید با اتصال به فاکتورهای رونویسی، باعث فعال‌سازی و بیان ژن‌های میتوکندریایی هسته‌ای NRF1,2 و TFAM می‌گردد (27).
PGC1α می‌تواند با فعال کردن فاکتور تنفسی هسته‌ای-1 (NRF1) بیان MEF2A را افزایش دهد(28). همچنین نتایج مطالعه حاضر نشان داد تمرینات HIIT باعث افزایش معنادار در بیان PGC1α در رت‌های نر می‌شود. مطالعات نشان داده‌اند در تمرینات استقامتی با شدت متوسط تا بالا، سطوح PGC-1α به شدت افزایش می‌یابد و تأثیر آن بر بیان GLUT4 بیشتر تقویت می‌شود(29). از طرفی بیان بیش‌ازحد MEF2C برای رونویسی GLUT4 ضروری است اما کافی نیست(30) نشان می‌دهد که PGC-1α ممکن است بیان GLUT4 را از طریق یک مسیر سیگنال‌دهی مستقل از MEF2 واسطه کند. 2-فعال‌کننده AMPK (AICAR)، به‌تنهایی یا همراه با انسولین، سوبسترای Akt را با 160 کیلو دالتون (AS160) فسفوریلاسیون در عضلات اسکلتی افزایش می‌دهد(31). فسفوریلاسیون AS160 می‌تواند پروتئین‌های Rab را در وزیکول‌های GLUT4 فعال کرده و انتقال آن را به غشای پلاسمایی افزایش دهد. به نظر می‌رسد فعالیت‌های ورزشی کم شدت مانند 60 دقیقه دوچرخه‌سواری نتواند اثربخشی لازم در بیان PGC-1α را القا کنند بنابراین شدت‌های متوسط تا بالا می‌توانند گزینه‌های بهتری برای افزایش بیان PGC-1α باشند.
دیگر یافته‌های پژوهش حاضر نشان داد فعالیت ورزشی همراه با مکمل دهی سیترات سدیم توانست PGC-1α و NRF2 در بیان اثر هم‌افزایی ایجاد کند. پس از مصرف سیترات سدیم، تجمع بینابینی+K را که توسط عضله در طی ورزش شدید آزاد می‌شود، کاهش می‌دهد(32). تجمع +K به بروز خستگی کمک می‌کند(33) و تحریک‌پذیری عضلات را کاهش می‌دهد(34). پیشنهاد شده است که کاهش بینابینی [+K] در هنگام ورزش با عملکرد بهتر همراه است(35). هرچند PGC-1α و Nrf2 دارای یک رابطه نزدیک با مسیر مدولار همراه با عناصر پاسخ آنتی‌اکسیدانی هستند. اگرچه مسیر مولکولی مستقیم مشخص نشده است، اما حدس زده شده است که مسیر یکی از این دو فاکتور رونویسی می‌تواند تحت تأثیر دیگری قرار گیرد، احتمالاً هر دو به ROS وابسته هستند. علاوه بر این، Nrf2 آنزیم‌های مختلف میتوکندری را تنظیم می‌کند که با فعال شدن PGC-1 نیز مرتبط هستند(36). در واقع 1α- PGCاز طریق تنظیم فعالیت رونویسی، بیان ژن‌های 1-NRF و TFAM را القاء می‌کند که به‌طور هماهنگ، بیان پروتئین‌های کد کننده mtDNA و هسته را تنظیم می‌کنند(37). همچنین افزایش بیان PGC-1α می‌تواند متأثر از اختلالات متابولیکی حاصل از تمرینات HIIT باشد که بر مسیرهای سیگنالینگ اثر کرده و احتمالاً افزایش بیان و فعال‌سازی پروتئین‌های بالادستی تنظیم‌کننده PGC-1α و متعاقباً تحریک بیان PGC-1α را درپی داشته باشد. از طرفی مکمل‌یاری سیترات سدیم همراه با تمرینات HIIT در افزایش بیان PGC-1α اثر داشته است که شاید بتوان مکانیسم اثر سیترات سدیم در افزایش بیان PGC-1α را با مکانیسم اثر مکمل بی‌کربنات سدیم یکسان مفروض دانست که با تأثیر بر سطح PH و بی‌کربنات خون سبب افزایش بیان PGC-1α mRNA گردیده است (29). همین‌طور PGC-1α از طریق هم‌فعال‌سازی و تعامل با فاکتورهای رونویسی NRF1,2 واقع بر روی پروموتر TFAM سبب فعال‌سازی و بیان این فاکتور رونویسی می‌شود (38)؛ لذا مطالعات آینده می‌تواند با بررسی شدت‌های مختلف تمرینی و همچنین دوزهای مختلف از مکمل سیترات سدیم بپردازند. از طرفی مکمل سیترات به‌صورت محلول در آب به رت‌ها داده شد که ممکن است برخی رت‌ها بیشتر یا کمتر از بقیه رت‌ها سیترات سدیم مصرف کنند که توصیه می‌شود در مطالعات آتی از گاواژ برای مکمل‌یاری استفاده شود. درمجموع تمرینات HIIT توانست بیان 1α- PGCو Nrf2 را افزایش دهد و مکمل سیترات سدیم اثر هم‌افزایی ایجاد کرد. بنابراین توصیه می‌شود برای بهبود عملکرد بخصوص در وزش‌های با شدت بالا از مکمل سیترات سدیم استفاده شود.
تشکر و قدردانی
از آزمایشگاه سارای به خاطر دقت بالا در آزمایش‌های بخش بلاتینگ تشکر و قدردانی نمایند. همچنین از دانشگاه علوم اعصاب دانشگاه علوم پزشکی تبریز برای همکاری در این پژوهش قدردانی می‌کنیم.
نوع مطالعه: پژوهشي(توصیفی- تحلیلی) |
موضوع مقاله:
فیزیولوژی ورزشی
فهرست منابع
1. Fiorenza M, Gunnarsson T, Hostrup M, Iaia F, Schena F, Pilegaard H, et al. Metabolic stress‐dependent regulation of the mitochondrial biogenic molecular response to high‐intensity exercise in human skeletal muscle. J Physiol 2018;596(14):2823-40.
https://doi.org/10.1113/JP275972 [DOI:10.1113/jp275972] [PMID] [PMCID]
2. MacInnis MJ, Gibala MJJTJop. Physiological adaptations to interval training and the role of exercise intensity. Physiol J 2017;595(9):2915-30.
https://doi.org/10.1113/JP273196 [DOI:10.1113/jp273196] [PMID] [PMCID]
3. Brandt N, Dethlefsen MM, Bangsbo J, Pilegaard HJPo. PGC-1α and exercise intensity dependent adaptations in mouse skeletal muscle. PloS One 2017;21(10):e0185993. [DOI:10.1371/journal.pone.0185993] [PMID] [PMCID]
4. Jafari M, Pouryamehr E, Fathi M. The effect of eight weeks high intensity interval training (HIIT) on E-selection and P-selection in young obese females. Int J Sport Stud Health 2018;1(1):e64336. [DOI:10.5812/intjssh.64336]
5. Corona JC, Duchen MR. PPARγ and PGC-1α as therapeutic targets in Parkinson's. Neurochemical research. Neurochem Res 2015;40(2):308-16. [DOI:10.1007/s11064-014-1377-0] [PMID] [PMCID]
6. Taylor EB, Lamb JD, Hurst RW, Chesser DG, Ellingson WJ, Greenwood LJ, et al. Endurance training increases skeletal muscle LKB1 and PGC-1α protein abundance: effects of time and intensity. Am J Physiol Endocrinol Metab 2005;289(6):E960-E8. [DOI:10.1152/ajpendo.00237.2005] [PMID]
7. Mortensen OH, Frandsen L, Schjerling P, Nishimura E, Grunnet N. PGC-1α and PGC-1β have both similar and distinct effects on myofiber switching toward an oxidative phenotype. Am J Physiol Endocrinol Metab 2006;291(4):E807-E16. [DOI:10.1152/ajpendo.00591.2005] [PMID]
8. Valle I, Álvarez-Barrientos A, Arza E, Lamas S, Monsalve M. PGC-1α regulates the mitochondrial antioxidant defense system in vascular endothelial cells. Cardiovasc Res 2005;66(3):562-73. [DOI:10.1016/j.cardiores.2005.01.026] [PMID]
9. Timmons JA, Norrbom J, Schéele C, Thonberg H, Wahlestedt C, Tesch P. Expression profiling following local muscle inactivity in humans provides new perspective on diabetes-related genes. Genomics 2006;87(1):165-72. [DOI:10.1016/j.ygeno.2005.09.007] [PMID]
10. Lira VA, Benton CR, Yan Z, Bonen A. PGC-1α regulation by exercise training and its influences on muscle function and insulin sensitivity. Am J Physiol Endocrinol Metab 2010;299(2):E145-E61. [DOI:10.1152/ajpendo.00755.2009] [PMID] [PMCID]
11. Holmström KM, Baird L, Zhang Y, Hargreaves I, Chalasani A, Land JM, et al. Nrf2 impacts cellular bioenergetics by controlling substrate availability for mitochondrial respiration. Biol Open 2013;2(8):761-70. [DOI:10.1242/bio.20134853] [PMID] [PMCID]
12. Kobayashi M, Yamamoto M. Nrf2-Keap1 regulation of cellular defense mechanisms against electrophiles and reactive oxygen species. Adv Enzyme Regul 2006;46(1):113-40. [DOI:10.1016/j.advenzreg.2006.01.007] [PMID]
13. Yavari A, Javadi M, Mirmiran P, Bahadoran Z. Exercise-induced oxidative stress and dietary antioxidants. Asian J Sports Med 2015; (6)1. [DOI:10.5812/asjsm.24898] [PMID] [PMCID]
14. Juel C. Lactate-proton cotransport in skeletal muscle. PhysiolRev 1997;77(2):321-58. [DOI:10.1152/physrev.1997.77.2.321] [PMID]
15. Robergs RA, Ghiasvand F, Parker D. Biochemistry of exercise-induced metabolic acidosis. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2004. [DOI:10.1152/ajpregu.00114.2004] [PMID]
16. Junior AHL, de Salles Painelli V, Saunders B, Artioli GG. Nutritional strategies to modulate intracellular and extracellular buffering capacity during high-intensity exercise. J Sports Med. 2015;45(1):71-81. [DOI:10.1007/s40279-015-0397-5] [PMID] [PMCID]
17. Parry-Billings M, MacLaren D. The effect of sodium bicarbonate and sodium citrate ingestion on anaerobic power during intermittent exercise. Eur J Appl Physiol 1986;55(5):524-9.
https://doi.org/10.1007/BF00421648 [DOI:10.1007/bf00421648] [PMID]
18. Urwin CS, Snow RJ, Orellana L, Condo D, Wadley GD, Carr AJ. Sodium citrate ingestion protocol impacts induced alkalosis, gastrointestinal symptoms, and palatability. Physiol. Rep. 2019;7(19):e14216. [DOI:10.14814/phy2.14216] [PMID] [PMCID]
19. Murase S, Sakitani N, Maekawa T, Yoshino D, Takano K, Konno A, Hirai H, Saito T, Tanaka S, Shinohara K, Kishi T. Interstitial-fluid shear stresses induced by vertically oscillating head motion lower blood pressure in hypertensive rats and humans. Nat. Biomed. Eng. 2023 Jul 6:1-24. [DOI:10.1038/s41551-023-01061-x] [PMID]
20. Alavi F, Seify F, Nabilpour M. Effect of 8 Weeks High Intensity Interval Training with Sodium Citrate Supplementation on PGC-1α and TFAM Expression. J. Complement. Med.2023;12(4):22-32. [DOI:10.61186/cmja.12.4.22]
21. Nabilpour M, Sadegi A, hematiafif a, Faal Pakdeh M. The effect of two months of continuous exercise with chia (Salvia hispanica L.) supplement on the Internet-1 and 13 in Wistar diabetes rankings. Feyz. 2021;25(4):1047-54. [Google Scholar]
22. Nabilpour M, Sadeghi A. Effect of Eight-Week Aerobic Moderate-Intensity Continuous Training on Il-1β and Il-13 Levels of Soleus Muscle Tissue in Male Diabetic Rats. IJDM 2021;21(3):129-38. [Google Scholar]
23. Brookes PS, Yoon Y, Robotham JL, Anders M, Sheu S-SJAJoP-CP. Calcium, ATP, and ROS: a mitochondrial love-hate triangle. Am. J. Physiol., Cell Physiol. 2004;287(4):C817-C33. [DOI:10.1152/ajpcell.00139.2004] [PMID]
24. Torma F, Gombos Z, Jokai M, Takeda M, Mimura T, Radak ZJSM, et al. High intensity interval training and molecular adaptive response of skeletal muscle. Sports Med. Health Sci. 2019;1(1):24-32. [DOI:10.1016/j.smhs.2019.08.003] [PMID] [PMCID]
25. Kang C, Li Ji LJAotNYAoS. Role of PGC‐1α signaling in skeletal muscle health and disease. Ann. N. Y. Acad. Sci.2012;1271(1):110-7. [DOI:10.1111/j.1749-6632.2012.06738.x] [PMID] [PMCID]
26. Sabaratnam R, Pedersen AJ, Eskildsen TV, Kristensen JM, Wojtaszewski JF, Højlund KJTJoCE, et al. Exercise induction of key transcriptional regulators of metabolic adaptation in muscle is preserved in type 2 diabetes. J. Clin. Endocrinol. Metab. 2019;104(10):4909-20. [DOI:10.1210/jc.2018-02679] [PMID]
27. Gahramani M KS. Effect of eight weeks high intensity interval training on NRF-1,2 and Tfam gene expressione levels in ST muscles in rats with myocardial infarction. Med. J. Tabriz Univ. Med. Sci. Health Serv. 2020 41(6):75-82. [DOI:10.34172/mj.2020.009]
28. Ramachandran B, Yu G, Gulick T. Nuclear respiratory factor 1 controls myocyte enhancer factor 2A transcription to provide a mechanism for coordinate expression of respiratory chain subunits. J. Biol. Chem. 2008;283(18):11935-46.
https://doi.org/10.1074/jbc.M707389200 [DOI:10.1074/jbc.m707389200] [PMID] [PMCID]
29. Pilegaard H, Saltin B, Neufer PD. Exercise induces transient transcriptional activation of the PGC‐1α gene in human skeletal muscle. J Physiol; 1;546(Pt 3):851-8. [DOI:10.1113/jphysiol.2002.034850] [PMID] [PMCID]
30. Handschin C, Rhee J, Lin J, Tarr PT, Spiegelman BM. An autoregulatory loop controls peroxisome proliferator-activated receptor γ coactivator 1α expression in muscle. P Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2003;100(12):7111-6. [DOI:10.1073/pnas.1232352100] [PMID] [PMCID]
31. Kramer HF, Witczak CA, Fujii N, Jessen N, Taylor EB, Arnolds DE, et al. Distinct signals regulate AS160 phosphorylation in response to insulin, AICAR, and contraction in mouse skeletal muscle. Diabetes. 2006;55(7):2067-76. [DOI:10.2337/db06-0150] [PMID]
32. Street D, Nielsen JJ, Bangsbo J, Juel C. Metabolic alkalosis reduces exercise‐induced acidosis and potassium accumulation in human skeletal muscle interstitium. Physiol J 2005;566(2):481-9. [DOI:10.1113/jphysiol.2005.086801] [PMID] [PMCID]
33. Constantin-Teodosiu D, Constantin D. Molecular mechanisms of muscle fatigue. Int J Mol Sci 2021;22(21):11587. [DOI:10.3390/ijms222111587] [PMID] [PMCID]
34. Jan V, Miš K, Nikolic N, Dolinar K, Petrič M, Bone A, Thoresen GH, Rustan AC, Marš T, Chibalin AV, Pirkmajer S. Effect of differentiation, de novo innervation, and electrical pulse stimulation on mRNA and protein expression of Na+, K+-ATPase, FXYD1, and FXYD5 in cultured human skeletal muscle cells. Plos One 2021;16(2):e0247377. [DOI:10.1371/journal.pone.0247377] [PMID] [PMCID]
35. Nielsen O. Ørtenblad N, Lamb GD, Stephenson DG. Excitability of the T-tubular system in rat skeletal muscle: roles of K+ and Na+ gradients and Na+-K+ pump activity J Physiol 2004;557:133-46. [DOI:10.1113/jphysiol.2003.059014] [PMID] [PMCID]
36. Dinkova-Kostova AT, Abramov AY. The emerging role of Nrf2 in mitochondrial function. Free Radic. Biol. Med. 2015;88(Pt B):179-88. [DOI:10.1016/j.freeradbiomed.2015.04.036] [PMID] [PMCID]
37. Hood DA. Mechanisms of exercise-induced mitochondrial biogenesis in skeletal muscle. Applied Physiology, Nutr Metab 2009;34(3):465-72. [DOI:10.1139/H09-045] [PMID]
38. Ventura-Clapier R, Garnier A, Veksler V. Transcriptional control of mitochondrial biogenesis: the central role of PGC-1α. Cardiovasc Res 2008;79(2):208-17. [DOI:10.1093/cvr/cvn098] [PMID]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
